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免疫荧光如何帮助病毒学研究?

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由于全球 COVID-19 大流行,现代病毒学研究变得比以往任何时候都更加重要。病毒学家可以应用许多强大的技术和检测方法来研究病毒的结构和功能。理解病毒行为的一个重要且常被忽视的方面是能够可视化它们对宿主细胞的影响。因此,免疫荧光代表了一种强大的工具,可以用来观察病毒感染及其对宿主细胞的影响。

病毒学

2020 年初,病毒学领域突然进入公众视野,原因是 SARS-CoV-2 的爆发,这是一种导致人类新型呼吸疾病的病毒。这种疾病被称为 COVID-19,导致了全球大流行。因此,进行了巨大的努力来治疗这种疾病并限制其传播。

理解这些传染性病原体的行为对于我们治疗病毒性疾病和防止进一步爆发的能力至关重要。病毒学旨在理解病毒的各个方面,包括它们的结构、演化、进入宿主细胞、繁殖、引起的疾病、宿主对感染的反应以及它们在个体之间的传播。

设计和实施有效治疗和预防措施的关键方面之一是能够可视化病毒成分及其对宿主细胞的影响。为了实现这种可视化,免疫荧光显微镜是一种有价值的方法。

免疫荧光基础

免疫荧光 [1,2] 是一种利用抗体与其抗原的结合特异性来可视化生物系统的结构和动态的方法。抗体是针对特定蛋白质产生的,或者直接用荧光标记标记,或者与荧光标记的二级抗体结合使用,以识别和研究感兴趣蛋白质的存在。

这种广泛使用且多功能的技术使科学家能够在各种背景下可视化蛋白质、细胞成分和细胞过程。例如,它可以用于研究细胞器的结构、组织中蛋白质的分布,以及在样本中染色以检测特定生物标志物的存在。免疫荧光如何在病毒学研究中发挥作用?

免疫荧光在病毒学研究中的应用

病毒是纳米级的病原体,大多数小于 0.4 微米;需要电子显微镜来观察它们的纳米结构。然而,标准和超分辨率显微镜技术是强大且易于获取的工具,可以用于理解病毒的更大规模结构和功能。

免疫荧光与多种成像方法兼容,包括标准宽场成像、共聚焦显微镜、寿命成像和超分辨率显微镜 [3-4]。选择使用哪种方法主要取决于具体应用。

诊断

使用宽场显微镜进行标准免疫荧光染色已被广泛用于通过患者的鼻咽拭子诊断流感等病毒感染。使用针对病毒特异性蛋白的抗体对感兴趣的组织进行染色,临床医生可以快速确定样本中是否存在病毒。该程序缺乏更先进的分子方法的灵敏度;然而,它快速、简单且具有临床价值 [5,6]

感染机制

病毒的一个关键特征是它们必须进入宿主细胞才能繁殖并引起疾病。一旦它们附着在宿主细胞上,就会释放其遗传物质进入细胞。遗传物质被细胞识别并表达。编码的成分随后以多个副本的形式存在,这些副本能够组装成新的病毒颗粒。这些新颗粒由细胞释放,并可以继续感染新的宿主。因此,病毒劫持宿主细胞的机制以促进其致病效应。

理解这一复杂且高度可变的过程对于理解病毒的感染机制至关重要,尤其是像 SARS-Cov-2 这样的近期病毒。例如,免疫荧光检测已被用于研究 SARS-Cov-2 与细胞表面受体的结合动态 [7] ,以及研究其细胞内动态,包括病毒颗粒如何在细胞内组装 [8]

对细胞功能的影响

除了检测病毒入侵的存在和揭示其动态外,理解感染的发病机制也至关重要。免疫荧光技术是这些研究的重要工具,因为能够可视化细胞反应对于理解病毒疾病至关重要。这类研究可能包括细胞应对病毒感染的压力反应动态 [9],以及病毒如何影响细胞和组织修复 [10]。例如,一项研究表明,狂犬病毒感染细胞可以促进细胞质应激颗粒的形成,这些无膜动态结构由 mRNA 和蛋白质聚集体组成,能够迅速在细胞应激反应中形成 [9]研究人员使用徕卡共聚焦显微镜。另一项研究揭示,感染流感病毒(IV)的上皮干/祖细胞的修复在很大程度上依赖于成纤维生长因子受体 2b(Fgfr2b)信号通路 [10]。 一些免疫荧光染色细胞的图像是用 徕卡正置显微镜拍摄的(参见图 1)。

治疗

最后,为了设计和提供安全有效的治疗和预防疫苗,我们必须观察宿主细胞及其与病毒的相互作用如何受到治疗的影响。免疫荧光可以用于测试抗病毒药物在细胞内的定位和行为 [11],抗体鸡尾酒的结合特性 [12],以及治疗对细胞内病毒颗粒的存在和定位的影响。

结论

虽然分子研究是病毒学领域的重要工具,但显微镜为研究和临床应用提供了不可或缺的见解,帮助完整展示功能与结构之间的关系。免疫荧光检测通常是快速而简单的程序,使研究人员能够可视化病毒感染的影响和动态。在经历 COVID-19 大流行后的当前全球气候中,这些方法代表了预防和治疗这些病原体的关键工具。

参考文献

  1. W. Ockenga, An Introduction to Fluorescence, Science Lab (2011) Leica Microsystems.
  2. C. Greb, Fluorescent Dyes, Science Lab (2012) Leica Microsystems.
  3. W. Ockenga, Fluorescence in Microscopy, Science Lab (2011) Leica Microsystems.
  4. F. Hoff, How to Prepare Your Specimen for Immunofluorescence Microscopy, Science Lab (2015) Leica Microsystems.
  5. S.V. Vemula, J. Zhao, J. Liu, X. Wang, S. Biswas, I. Hewlett, Current approaches for diagnosis of influenza virus infections in humans, Viruses (2016) vol. 8, iss. 4, p. 96, DOI: 10.3390/v8040096.
  6. C.R. Madeley, J.S.M. Peiris, Methods in virus diagnosis: Immunofluorescence revisited, J. Clin. Virol. (2002) vol. 25, iss. 2, pp. 121–134, DOI: 10.1016/S1386-6532(02)00039-2.
  7. W. Tai, L. He, X. Zhang, J. Pu, D. Voronin, S. Jiang, Y. Zhou, L. Du, Characterization of the receptor-binding domain (RBD) of 2019 novel coronavirus: implication for development of RBD protein as a viral attachment inhibitor and vaccine, Cell. Mol. Immunol. (2020) vol. 17, iss. 6, pp. 613–620, DOI: 10.1016/S1386-6532(02)00039-2.
  8. H. Zhang, J. Tu, C. Cao, T. Yang, L. Gao, Proteasome activator PA28γ-dependent degradation of coronavirus disease (COVID-19) nucleocapsid protein, Biochem. Biophys. Res. Commun. (2020) vol. 529, iss. 2, pp. 251–256, DOI: 10.1016/j.bbrc.2020.06.058.
  9. J. Nikolic, A. Civas, Z. Lama, C. Lagaudrière-Gesbert, D. Blondel, Rabies Virus Infection Induces the Formation of Stress Granules Closely Connected to the Viral Factories. PLoS Pathog. (2016) vol. 12, iss. 10, e1005942, DOI: 10.1371/journal.ppat.1005942.
  10. J. Quantius, C. Schmoldt, A.I. Vazquez-Armendariz, C. Becker, E. El Agha, J. Wilhelm, R.E. Morty, I. Vadász, K. Mayer, S. Gattenloehner, L. Fink, M. Matrosovich, X. Li, W. Seeger, J. Lohmeyer, S. Bellusci, S. Herold, Influenza Virus Infects Epithelial Stem/Progenitor Cells of the Distal Lung: Impact on Fgfr2b-Driven Epithelial Repair, PLoS Pathog. (2016) vol. 12, iss. 6, e1005544, DOI: 10.1371/journal.ppat.1005544.
  11. C. Wei, C. Zheng, J. Sun, D. Luo, Y. Tang, Y. Zhang, X. Ke, Y. Liu, Z. Zheng, H. Wang, Viperin inhibits enterovirus A71 replication by interacting with viral 2C protein, Viruses (2019) vol. 11, iss. 1, p. 13, DOI: 10.3390/v11010013.
  12. E. Davidson, C. Bryan, R.H. Fong, T. Barnes, J.M. Pfaff, M. Mabila, J.B. Rucker, B.J. Doranz, Mechanism of Binding to Ebola Virus Glycoprotein by the ZMapp, ZMAb, and MB-003 Cocktail Antibodies, J. Virol. (2015) vol. 89, iss. 21, pp. 10982–10992, DOI: 10.1128/JVI.01490-15.
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